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<!DOCTYPE html>

<title>Methanogenese</title>

</head>

<h1 id="firstHeading" class="firstHeading mw-first-heading">Methanogenese</h1>

</header>

</div>

<th style="background:#ABCDEF; color:#202122; border: 1px solid #ABCDEF;">Übergeordnet

</th></tr>

<tr>

<td style="padding: 0 .5em;"><a href="Anaerobe_Atmung" class="mw-redirect" title="Anaerobe Atmung">Anaerobe Atmung</a> Biosynthese der <a href="Alkane" title="Alkane">Alkane</a> Metabolismus des <a href="Methan" title="Methan">Methan</a>

</td></tr>

<tr>

<th style="background:#ABCDEF; color:#202122; border: 1px solid #ABCDEF;">Untergeordnet

</th></tr>

<tr>

<td style="padding: 0 .5em;">aus Acetat aus CO2 aus Methanol aus Methylaminen

</td></tr>

<tr>

<th style="background:#ABCDEF; color:ä202122; border: 1px solid #ABCDEF;"><a href="Gene_Ontology" title="Gene Ontology">Gene Ontology</a>

</th></tr>

<tr>

<td style="text-align:left; padding: 0 .5em;"><a rel="nofollow" class="external text" href="http://www.ebi.ac.uk/QuickGO/GTerm?id=GO:0015948">QuickGO</a>

</td></tr></tbody></table>

Die Methanogenese (auch Methanbildung) ist die Bildung von <a href="Methan" title="Methan">Methan</a> durch den <a href="Stoffwechsel" title="Stoffwechsel">Stoffwechsel</a> von <a href="Lebewesen" title="Lebewesen">Lebewesen</a>, die als Methanogene oder <a href="Methanbildner" title="Methanbildner">Methanbildner</a> bezeichnet werden. Sie findet – bis auf wenige Ausnahmen – größtenteils in der letzten Stufe des <a href="Anaerobie" title="Anaerobie">anaeroben</a>, <a href="Mikrobiell" class="mw-redirect" title="Mikrobiell">mikrobiellen</a> Abbaus von <a href="Biomasse" title="Biomasse">Biomasse</a> statt. Dabei setzen die meisten Methanbildner <a href="Kohlenstoffdioxid" title="Kohlenstoffdioxid">Kohlenstoffdioxid</a> und <a href="Wasserstoff" title="Wasserstoff">Wasserstoff</a> zu Methan um. Auch aus einfachen <a href="Organische_Chemie" title="Organische Chemie">organischen</a> C1-Verbindungen wie <a href="Ameisens%C3%A4ure" title="Ameisensäure">Ameisensäure</a>, <a href="Methanol" title="Methanol">Methanol</a> und <a href="Methylamin" title="Methylamin">Methylaminen</a> wird Methan gebildet. <a href="Essigs%C3%A4ure" title="Essigsäure">Essigsäure</a> wird durch Essigsäure-spaltende (acetoklastische) Methanbildner in Methan und Kohlenstoffdioxid umgewandelt. Andere <a href="Bakterien" title="Bakterien">bakterielle</a> Gärungsprodukte wie <a href="Milchs%C3%A4ure" title="Milchsäure">Milchsäure</a>, <a href="Propions%C3%A4ure" title="Propionsäure">Propionsäure</a> und <a href="Butters%C3%A4ure" title="Buttersäure">Buttersäure</a> können dagegen nicht als Ausgangsstoffe für die Methanbildung verwendet werden.

In der Literatur wird die Methanogenese überwiegend als spezifischer, anaerober Stoffwechselweg von <a href="Archaeen" title="Archaeen">Archaeen</a> behandelt, als eine spezielle Form der anaeroben Atmung. Diese nutzen dabei die <a href="Exergon" class="mw-redirect" title="Exergon">exergone</a> (energiefreisetzende) Methanogenese als Energiequelle.<a href="#cite_note-Brock-1">[1]</a> Daher fokussiert der Artikel die anaerobe Methanfreisetzung in Archaeen.

<div class="mw-heading mw-heading2"><h2 id="Bedeutung">Bedeutung</h2></div>

Die Methanogenese ist ein zentraler Bestandteil des <a href="Kohlenstoffzyklus" title="Kohlenstoffzyklus">Kohlenstoffzyklus</a> der Erde, da die entstehenden Abbauprodukte, Methan und ggf. Kohlenstoffdioxid, wieder in diesen Kreislauf gelangen. Da diese Gase, insbesondere Methan, wirksame Treibhausgase sind, hat die Methanogenese auch bei der Vermeidung der <a href="Globale_Erw%C3%A4rmung" title="Globale Erwärmung">globalen Erwärmung</a> an Bedeutung gewonnen.<a href="#cite_note-Deppenmeier-2">[2]</a> Vermutlich spielt die <a href="Biotisch" title="Biotisch">biotische</a> Methanproduktion auch eine Rolle bei der Entstehung von <a href="Methanhydrat" title="Methanhydrat">Methanhydrat</a>, dessen wirtschaftliche Nutzung von Interesse ist.

Eine wichtige Bedeutung hat die Methanogenese im Ablauf und Ende der anaeroben Nahrungskette, da sie das Wachstum vieler <a href="Syntrophie" title="Syntrophie">syntropher</a> Bakterien überhaupt erst ermöglicht. Diese <a href="G%C3%A4rung" title="Gärung">sekundären Gärer</a> gewinnen ihre Energie aus der Umsetzung von Lactat, Propionat, Butyrat und einfachen organischen Verbindungen, wobei neben Kohlenstoffdioxid und Acetat auch Wasserstoff entsteht. Aus <a href="Thermodynamik" title="Thermodynamik">thermodynamischen</a> Gründen sind jedoch diese Vergärungsreaktionen nur möglich, wenn der dabei entstehende Wasserstoff rasch wieder verbraucht wird und der H2-<a href="Partialdruck" title="Partialdruck">Partialdruck</a> nicht über 100 <a href="Pascal_(Einheit)" title="Pascal (Einheit)">Pa</a> ansteigt. Das wird durch in enger Nachbarschaft lebende Methanogene gewährleistet, die diesen Wasserstoff wiederum für die Methanogenese benötigen. Der Transfer von Wasserstoff zwischen syntrophen Bakterien und den Archaeen, also zwischen verschiedenen <a href="Art_(Biologie)" title="Art (Biologie)">Spezies</a>, bezeichnet man auch als Interspezies-Wasserstofftransfer.<a href="#cite_note-3">[3]</a><a href="#cite_note-Liu-4">[4]</a>

Da Methanogene, vergesellschaftet mit syntrophen Bakterien, auch im menschlichen Verdauungstrakt vorkommen, hat dort die Methanogenese einen Einfluss auf die Verdauung.<a href="#cite_note-5">[5]</a> Etwa 10 % der Anaerobier im Darm des Menschen sind Methanogene der Arten <a href="Methanobrevibacter_smithii" title="Methanobrevibacter smithii">Methanobrevibacter smithii</a> und Methanosphaera stadtmanae. Diese nutzen die beiden Produkte bakterieller Gärungen Wasserstoff und Formiat für die Methanogenese. Eine hohe Konzentration an Wasserstoff hemmt die ATP-Erzeugung anderer Bakterien. M. smithii baut unter Methanbildung auch <a href="Methanol" title="Methanol">Methanol</a> ab, das für den Menschen toxisch ist. Daher haben die Methanogenen einen positiven Einfluss auf die menschliche <a href="Darmflora" title="Darmflora">Darmflora</a>. Ob diese auch beeinflussen, wie viel <a href="Energie" title="Energie">Energie</a> der Mensch aus der Nahrung aufnehmen kann, ist noch Gegenstand der Forschung.

Mit <a href="3-Nitrooxypropanol" title="3-Nitrooxypropanol">3-Nitrooxypropanol</a> (<a href="Internationaler_Freiname" title="Internationaler Freiname">Internationaler Freiname</a>: Abrucomstat) wurde im Februar 2022 ein Enzyminhibitor in der Europäischen Union zugelassen, der die Produktion von Methan in Rindern um etwa 30 % reduziert.

<div class="mw-heading mw-heading2"><h2 id="Vorkommen">Vorkommen</h2></div>

<div class="sieheauch" role="navigation" style="font-style:italic;">Siehe auch: <a href="Methanbildner" title="Methanbildner">Methanbildner</a></div>

Die Methanbildung kommt in der Natur in überwiegend <a href="Anaerobie" title="Anaerobie">anaeroben</a> Milieus vor, in denen ein Abbau von <a href="Biomasse" title="Biomasse">Biomasse</a> stattfindet. Das können beispielsweise Sedimente von Seen und des Meeres, der <a href="Pansen" title="Pansen">Pansen</a> von <a href="Hausrind" title="Hausrind">Rindern</a>, der <a href="Darm" title="Darm">Darm</a> von <a href="Termiten" title="Termiten">Termiten</a> und Menschen, <a href="Reis" title="Reis">Reisfelder</a> oder <a href="Sumpf" title="Sumpf">Sümpfe</a> sein. Sie sind ferner mit Bakterien vergesellschaftet, um deren Stoffwechselprodukte zu nutzen, wie beim Abbau von nassem Holz bei <a href="Clostridium_butyricum" title="Clostridium butyricum">Clostridium butyricum</a>.<a href="#cite_note-Enzmann-6">[6]</a> Auch Kläranlagenschlammbecken als künstliche Anlagen für den biologischen Abbau sind mögliche Orte für eine Methanogenese. In diesen Habitaten herrschen moderate, für <a href="Mesophil" class="mw-redirect" title="Mesophil">mesophile</a> Organismen geeignete Temperaturen. Methanogene wurden auch in Böden entdeckt, die Sauerstoff enthalten; sie können mit dem damit verbundenen oxidativen Stress umgehen.<a href="#cite_note-LyuShaoAkinyemiWhitman-7">[7]</a> Die Methanogenese tritt auch in Umgebungen mit extrem hohen und niedrigen<a href="#cite_note-Dhaked-8">[8]</a> Temperaturen (z. B. Methanogenium frigidum)<a href="#cite_note-LyuShaoAkinyemiWhitman-7">[7]</a> sowie bei hohen Salz- oder Säuregehalten auf, beispielsweise in <a href="Geothermie" title="Geothermie">geothermalen</a> Systemen.<a href="#cite_note-Liu-4">[4]</a> In allen Fällen müssen in diesen Habitaten die Konzentrationen von <a href="Sulfate" title="Sulfate">Sulfat</a>, <a href="Nitrate" title="Nitrate">Nitrat</a>, <a href="Mangan" title="Mangan">Mangan</a>(IV)- und <a href="Eisen" title="Eisen">Eisen</a>(III)-Ionen niedrig sein, da anderenfalls Bakterien diese Stoffe als externe <a href="Elektronenakzeptor" title="Elektronenakzeptor">Elektronenakzeptoren</a> in einer anaeroben Atmung verwenden und in dieser Atmung die für Methanogene nutzbaren <a href="Elektronendonator" title="Elektronendonator">Elektronendonatoren</a> verbrauchen. Die <a href="Redoxreaktion" title="Redoxreaktion">Redoxvorgänge</a> mit diesen Elektronenakzeptoren laufen nämlich bevorzugt vor der Methanogenese ab und den Methanogenen wird dadurch ihre Energiequelle und damit ihre Lebensgrundlage entzogen.<a href="#cite_note-Thauer-9">[9]</a> Die Methanproduktion in Meeren ist daher vergleichsweise gering, da die in den Meeren gelösten Sulfate in den Sedimenten von sulfatreduzierenden Bakterien unter Verbrauch von Wasserstoff zu <a href="Schwefelwasserstoff" title="Schwefelwasserstoff">Schwefelwasserstoff</a> umgesetzt werden (<a href="Desulfurikation" title="Desulfurikation">Desulfurikation</a>).<a href="#cite_note-10">[10]</a>

Unter anaeroben Bedingungen ist Kohlenstoffdioxid, das Substrat der meisten Methanogenen, selten limitierend, da es fortlaufend durch Vergärungsreaktionen durch vergesellschaftete Bakterien freigesetzt wird.<a href="#cite_note-Liu-4">[4]</a> Die meisten Methanogenen bevorzugen einen neutralen pH-Wert, Ausnahmen sind beispielsweise Methanocalculus alkaliphilus und Methanosalsum natronophilum, die im Basischen bei einem pH-Wert von 9,5 optimal wachsen sowie Methanoregula booneii, dessen pH-Optimum im Sauren bei 5,1 liegt.<a href="#cite_note-Enzmann-6">[6]</a> Methanosalsum natronophilum toleriert bei gleichhohem pH-Wert einen höheren Salzgehalt als Methanocalculus alkaliphilus.<a href="#cite_note-Enzmann-6">[6]</a>

<div class="mw-heading mw-heading3"><h3 id="Klassifizierung">Klassifizierung</h3></div>

Die Methanogenese wird von Archaeen betrieben, die ursprünglich alle dem <a href="Reich_(Biologie)" title="Reich (Biologie)">Reich</a> <a href="Methanobacteriati" title="Methanobacteriati">Methanobacteriati</a> (früher „Euryarchaeota“ <a href="Sensu_lato" class="mw-redirect" title="Sensu lato">i. w. S.</a>) ängehörig schienen (inzwischen wurden auch methanogene Vertreter der <a href="Thermoproteota" title="Thermoproteota">Thermoproteota</a> gefunden). Die methanogenen Methanobacteriati werden in den <a href="Klasse_(Biologie)" title="Klasse (Biologie)">Klassen</a> <a href="Methanobacteria" class="mw-redirect" title="Methanobacteria">Methanobacteria</a>, Methanococci, „Methanomicrobia“ und <a href="Methanopyri" class="mw-redirect" title="Methanopyri">Methanopyri</a> geführt. Diese finden sich dabei in folgenden sechs <a href="Ordnung_(Biologie)" title="Ordnung (Biologie)">Ordnungen</a>: <a href="Methanopyrales" class="mw-redirect" title="Methanopyrales">Methanopyrales</a>, Methanobacteriales, Methanococcales, Methanomicrobiales, <a href="Methanosarcinales" title="Methanosarcinales">Methanosarcinales</a> und Methanocellales.<a href="#cite_note-Thauer-9">[9]</a><a href="#cite_note-Sakai2008-11">[11]</a><a href="#cite_note-Sakai2010-12">[12]</a> Hierbei ist Methanopyrales der <a href="Phylogenese" title="Phylogenese">stammesgeschichtlich</a> älteste, Methanosarcinales dagegen der phylogenetisch jüngste Zweig. Die 2008 entdeckte sechste Ordnung (Methanocellales) geht auf im Boden von Reisfeldern vorkommenden Archaeen Methanocella paludicola und Methanocella arvoryzae zurück. Diese betreiben eine Methanogenese aus Kohlenstoffdioxid und Wasserstoff. Methanoplasmatales, die mit den <a href="Thermoplasmatales" title="Thermoplasmatales">Thermoplasmatales</a> verwandt sind, wurden in der Literatur als siebte Ordnung vorgeschlagen,<a href="#cite_note-Paul-13">[13]</a> dann aber umbenannt in Methanomassiliicoccales.<a href="#cite_note-Enzmann-6">[6]</a><a href="#cite_note-14">[14]</a>

Methanopyrales, Methanobacteriales sowie Methanococcales zählt man zu den Klasse I-, Methanomicrobiales zu den Klasse II-Methanogenen. Methanosarcinales sind Klasse III-Methanogene.<a href="#cite_note-Anderson-15">[15]</a>

<div class="mw-heading mw-heading3"><h3 id="Substratvielfalt">Substratvielfalt</h3></div>

In vielen Habitaten sind Methanogene Endkonsumenten in der sogenannten „anaeroben Nahrungskette“.<a href="#cite_note-DepUnique-16">[16]</a> In dieser Kette werden zunächst <a href="Biopolymere" class="mw-redirect" title="Biopolymere">Biopolymere</a> wie <a href="Proteine" class="mw-redirect" title="Proteine">Proteine</a> und insbesondere <a href="Polysaccharide" title="Polysaccharide">Polysaccharide</a> wie <a href="Cellulose" title="Cellulose">Cellulose</a> über <a href="Oligomer" title="Oligomer">Oligomere</a> in <a href="Monomer" title="Monomer">Monomere</a> (beispielsweise <a href="Aminos%C3%A4uren" title="Aminosäuren">Aminosäuren</a> und <a href="Kohlenhydrate" title="Kohlenhydrate">Kohlenhydrate</a>) gespalten. <a href="Lipide" title="Lipide">Lipide</a> werden hierbei in ihre Komponenten (beispielsweise <a href="Fetts%C3%A4uren" title="Fettsäuren">Fettsäuren</a>) abgebaut. Danach <a href="G%C3%A4rung" title="Gärung">vergären</a> Bakterien diese Spaltprodukte zu einfachen <a href="Carbons%C3%A4uren" title="Carbonsäuren">Carbonsäuren</a> (wie <a href="Formiat" class="mw-redirect" title="Formiat">Formiat</a>, <a href="Acetat" class="mw-redirect" title="Acetat">Acetat</a>, <a href="Propionat" class="mw-redirect" title="Propionat">Propionat</a>, <a href="Lactat" class="mw-redirect" title="Lactat">Lactat</a> und <a href="Succinat" class="mw-redirect" title="Succinat">Succinat</a>), zu <a href="Alkohole" title="Alkohole">Alkoholen</a> (wie <a href="Ethanol" title="Ethanol">Ethanol</a>, <a href="2-Propanol" title="2-Propanol">2-Propanol</a> und <a href="Butanol" class="mw-redirect" title="Butanol">Butanol</a>) und zu anderen niedermolekularen Verbindungen (H2, CO2 und kurzkettige <a href="Ketone" title="Ketone">Ketone</a>). Syntrophe, <a href="Acetogenese" title="Acetogenese">acetogene</a> Bakterien nutzen einen Teil dieser Verbindungen und setzen sie zu Acetat und C1-Verbindungen um. Im letzten Teil der anaeroben Nahrungskette, der Methanogenese, werden diese Verbindungen als Kohlenstoff-, Reduktans und Energiequelle verwendet, wobei CH4 und meistens CO2 freigesetzt werden.

<ul><li>Die meisten Methanogenen betreiben die Methanogenese mit Kohlenstoffdioxid (CO2) als Substrat, bei der Wasserstoff (H2) als primäres Reduktionsmittel verwendet wird.<a href="#cite_note-Liu-4">[4]</a> Man bezeichnet solche Methanogene als wasserstoffoxidierend oder hydrogenotroph. Zu den obligaten (ausschließlichen) Hydrogenotrophen zählen die <a href="Methanopyrales" class="mw-redirect" title="Methanopyrales">Methanopyrales</a>, Methanobacteriales, Methanococcales und Methanomicrobiales, die nur H2 und CO2 oder <a href="Ameisens%C3%A4ure" title="Ameisensäure">Ameisensäure</a> (HCOOH) als Substrate für die Methanogenese nutzen.<a href="#cite_note-DepRedox-17">[17]</a><a href="#cite_note-Deppenmeier-2">[2]</a> Eine Ausnahme unter den Methanomicrobiales ist Methanosphaera stadtmanae, die im menschlichen Verdauungstrakt vorkommt. Sie ist auf <a href="Methanol" title="Methanol">Methanol</a> und Wasserstoff angewiesen, da sie nicht CO2 nutzen kann.<a href="#cite_note-Fricke-18">[18]</a> <a href="Modellorganismus" title="Modellorganismus">Modellorganismen</a> unter den Hydrogenotrophen sind <a href="Methanothermobacter_thermautotrophicus" class="mw-redirect" title="Methanothermobacter thermautotrophicus">Methanothermobacter thermautotrophicus</a> und <a href="Methanocaldococcus_jannaschii" title="Methanocaldococcus jannaschii">Methanocaldococcus jannaschii</a> (ehemals Methanococcus jannaschii). In Methanomassiliicoccales wurden bisher keine diesbezügliche Methanogenese nachgewiesen.<a href="#cite_note-Enzmann-6">[6]</a> Die hydrogenotrophe Methanogenese tritt besonders in Sedimenten der Tiefsee sowie im Darm von Termiten, Menschen und Tieren auf.<a href="#cite_note-LyuShaoAkinyemiWhitman-7">[7]</a> Das hierbei entstehende Methan trägt ca. 33 % zur jährlichen Methanproduktion auf der Erde bei.<a href="#cite_note-LyuShaoAkinyemiWhitman-7">[7]</a></li>

<li><a href="Kohlenstoffmonoxid" title="Kohlenstoffmonoxid">Kohlenstoffmonoxid</a> (CO) kann nur von wenigen Arten für die Methanogenese genutzt werden.<a href="#cite_note-Liu-4">[4]</a> M. thermoautotrophicus und <a href="Methanosarcina_barkeri" title="Methanosarcina barkeri">Methanosarcina barkeri</a> bilden aus vier Molekülen CO drei Moleküle CO2 und ein Molekül Methan. Auch Methanosarcina acetivorans kann CO als Substrat verwenden, wobei parallel Acetat und Formiat gebildet werden.<a href="#cite_note-Oelgeschläger-19">[19]</a> Diese Art der Acetogenese in Methanogenen bezeichnet man als carboxidotrophe Acetogenese.<a href="#cite_note-Martin-20">[20]</a></li>

<li>Die <a href="Methanosarcinales" title="Methanosarcinales">Methanosarcinales</a> sind die vielseitigsten Methanogenen, sie können sehr unterschiedliche C1-Verbindungen für die Methanogenese verwenden. Neben CO2 + H2 nutzen viele Arten C1-Verbindungen, in denen der Kohlenstoff als Methylgruppe enthalten ist, wie Methanol, Methylamine (<a href="Methylamin" title="Methylamin">Mono</a>-, <a href="Dimethylamin" title="Dimethylamin">Di-</a>, <a href="Trimethylamin" title="Trimethylamin">Trimethylamin</a>) und Methylthiole (<a href="Dimethylsulfid" title="Dimethylsulfid">Dimethylsulfid</a>, <a href="Methanthiol" title="Methanthiol">Methanthiol</a>).<a href="#cite_note-DepUnique-16">[16]</a> Methanosarcinales können aber nicht Ameisensäure umsetzen.</li>

<li>Acetat (CH3COOH) ist die einzige C2-Verbindung, die für eine Methanogenese genutzt werden kann. Dazu sind – soweit bisher bekannt – nur die <a href="Gattung_(Biologie)" title="Gattung (Biologie)">Gattungen</a> <a href="Methanosaeta" class="mw-redirect" title="Methanosaeta">Methanosaeta</a> und <a href="Methanosarcina" title="Methanosarcina">Methanosarcina</a> (Methanosarcinales) fähig. Man bezeichnet sie als acetoklastische Methanogene oder Acetoklaster. Bei dieser Art von Methanogenese wird Acetat in CO2 und CH4 gespalten.<a href="#cite_note-Liu-4">[4]</a> Obwohl Acetat nur von wenigen Archaeen für eine Methanogenese genutzt wird, trägt das dabei entstehende Methan mit 66 % zur jährlichen Methanproduktion auf der Erde bei.<a href="#cite_note-Fournier-21">[21]</a> Damit ist die Methanbildung der Acetoklaster die größte biogene Quelle. Acetoklaster treten vor allem in Faultürmen/Biogasanlagen, Reisfeldern oder Sümpfen auf.<a href="#cite_note-LyuShaoAkinyemiWhitman-7">[7]</a></li>

<li>N-methylierte Amine mit einer C2-Kohlenstoffkette werden von manchen Methanogenen der <a href="Gattung_(Biologie)" title="Gattung (Biologie)">Gattung</a> Methanococcoides (gehört zu den Methanosarcinales) auch für die Methanogenese verwertet.<a href="#cite_note-Watkins2014-22">[22]</a><a href="#cite_note-Watkins2012-23">[23]</a> Jedoch werden bei diesen Verbindungen nur die Methylgruppen genutzt. So wird beispielsweise <a href="Cholin" title="Cholin">Cholin</a> oder <a href="Dimethylaminoethanol" class="mw-redirect" title="Dimethylaminoethanol">Dimethylaminoethanol</a> (DMAE) zu <a href="Monoethanolamin" title="Monoethanolamin">Ethanolamin</a> abgebaut und die freigewordene Methylgruppe in der Methanogenese verwertet. DMAE wird unter anderem von Methanococcoides methylutens und Methanococcoides burtonii abgebaut. Auch <a href="Betain" title="Betain">Betain</a> dient manchen Methanococcoides-Arten als Substrat: analog wie beim Cholin wird eine Methylgruppe freigesetzt und zu <a href="Dimethylglycin" class="mw-redirect" title="Dimethylglycin">Dimethylglycin</a> abgebaut. Ob Methanogene auch methylierte Amine mit längeren Seitenketten nutzen können, wird noch untersucht. Die <a href="Methylotrophe" class="mw-redirect" title="Methylotrophe">methylotrophe</a> Methanogenese tritt besonders im Meer oder hypersalinen, sulfatreichen Sedimenten auf.<a href="#cite_note-LyuShaoAkinyemiWhitman-7">[7]</a></li></ul>

<th>Reaktion in der Methanogenese

</th>

</th>

<th>Organismus

</th></tr>

<tr>

<td colspan="3">Kohlenstoffdioxid-Typ

</td></tr>

<tr>

<td>CO2 + 4 H2 → CH4 + 2 H2O

</td>

<td style="text-align:center">−135

</td>

<td>die meisten Methanogenen

</td></tr>

<tr>

<td>4 HCOOH → CH4 + 3 CO2 + 2 H2O

</td>

<td style="text-align:center">−130

</td>

<td>viele hydrogenothrophe Methanogene

</td></tr>

<tr>

<td>CO2 + 4 <a href="2-Propanol" title="2-Propanol">C3H8O</a> → CH4 + 4 <a href="Aceton" title="Aceton">C3H6O</a> + 2 H2O

</td>

<td style="text-align:center">−37

</td>

<td>manche hydrogenothrophe Methanogene

</td></tr>

<tr>

<td>4 CO + 2 H2O → CH4 + 3 CO2

</td>

<td style="text-align:center">−196

</td>

<td><a href="Methanothermobacter" title="Methanothermobacter">Methanothermobacter</a> und <a href="Methanosarcina" title="Methanosarcina">Methanosarcina</a>

</td></tr>

<tr>

<td colspan="3">mit Methylverbindungen

</td></tr>

<tr>

<td>4 <a href="Methanol" title="Methanol">CH3OH</a> → 3 CH4 + CO2 + 2 H2O

</td>

<td style="text-align:center">−105

</td>

<td>Methanosarcina und andere methylothrophe Methanogene

</td></tr>

<tr>

<td>CH3OH + H2 → CH4 + H2O

</td>

<td style="text-align:center">−113

</td>

<td>Methanomicrococcus blatticola und <a href="Methanosphaera" title="Methanosphaera">Methanosphaera</a><a href="#cite_note-24">[24]</a>

</td></tr>

<tr>

<td>2 <a href="Dimethylsulfid" title="Dimethylsulfid">(CH3)2S</a> + 2 H2O → 3 CH4 + CO2 + 2 H2S

</td>

<td style="text-align:center">−49

</td>

<td>manche methylothrophe Methanogene

</td></tr>

<tr>

<td>4 <a href="Methylamin" title="Methylamin">CH3NH2</a> + 2 H2O → 3 CH4 + CO2 + 4 NH3

</td>

<td style="text-align:center">−75

</td>

<td>manche methylothrophe Methanogene

</td></tr>

<tr>

<td>2 <a href="Dimethylamin" title="Dimethylamin">(CH3)2NH</a> + 2 H2O → 3 CH4 + CO2 + 2 NH3

</td>

<td style="text-align:center">−73

</td>

<td>manche methylothrophe Methanogene

</td></tr>

<tr>

<td>4 <a href="Trimethylamin" title="Trimethylamin">(CH3)3N</a> + 6 H2O → 9 CH4 + 3 CO2 + 4 NH3

</td>

<td style="text-align:center">−74

</td>

<td>manche methylothrophe Methanogene

</td></tr>

<tr>

<td>4 CH3NH3Cl + 2 H2O → 3 CH4 + CO2 + 4 NH4Cl

</td>

<td style="text-align:center">−74

</td>

<td>manche methylothrophe Methanogene

</td></tr>

<tr>

<td colspan="3">mit Acetat (Essigsäure)

</td></tr>

<tr>

<td>CH3COOH → CH4 + CO2

</td>

<td style="text-align:center">−33

</td>

<td>Methanosarcina und <a href="Methanosaeta" class="mw-redirect" title="Methanosaeta">Methanosaeta</a>

</td></tr>

<tr>

<td colspan="3">mit N-methylierten Aminen mit einer C2-Seitenkette

</td></tr>

<tr>

<td>4 <a href="Cholin" title="Cholin">(CH3)3N+CH2CH2OH</a> + 6 H2O → 4 <a href="Monoethanolamin" title="Monoethanolamin">H2NCH2CH2OH</a> + 9 CH4 + 3 CO2 + 4 H+

</td>

</td>

<td>manche Methanosarcina

</td></tr>

<tr>

<td>2 <a href="Dimethylaminoethanol" class="mw-redirect" title="Dimethylaminoethanol">(CH3)2NCH2CH2OH</a> + 2 H2O → 2 H2NCH2CH2OH + 3 CH4 + 3 CO2

</td>

</td>

<td>manche Methanosarcina

</td></tr>

<tr>

<td>4 <a href="Betain" title="Betain">(CH3)3N+CH2COO−</a> + 2 H2O → 4 <a href="Dimethylglycin" class="mw-redirect" title="Dimethylglycin">(CH3)2NH+CH2COO−</a> + 3 CH4 + CO2

</td>

</td>

<td>manche Methanosarcina

</td></tr></tbody></table>

<div class="mw-heading mw-heading3"><h3 id="Unterscheidung_mittels_Cytochromen">Unterscheidung mittels Cytochromen</h3></div>

Methanogene der Ordnungen Methanosarcinales enthalten <a href="Cytochrome" title="Cytochrome">Cytochrome</a>, während man diese unter den anderen Ordnungen nicht gefunden hat. Dies hat neben physiologische auch stoffwechselspezifische Auswirkungen darauf, wie methanogene Archaeen Kohlenstoffdioxid und Wasserstoff zu Methan verstoffwechseln.<a href="#cite_note-Thauer-9">[9]</a>

<ul><li>Methanogene mit Cytochromen enthalten Methanophenazin. Es ist der universelle Elektronenüberträger in der Membran dieser Methanogenen und ersetzt dort <a href="Ubichinon-10" title="Ubichinon-10">Chinon</a>, das nur in geringen Konzentrationen vorkommt und in anderen Organismen für den Transport von Elektronen in der <a href="Atmungskette" title="Atmungskette">Atmungskette</a> essentiell ist. Viele Methanosarcinales wachsen auf Acetat und methylierten Verbindungen. Falls sie CO2 + H2 verwerten, muss der H2-Partialdruck über 10 Pa liegen. Methanogene mit Cytochromen wachsen langsam, die Teilungsrate liegt bei über 10 Stunden pro Teilung. Bisher wurden unter Methanogenen mit Cytochromen keine Vertreter entdeckt, die unter <a href="Thermophil" class="mw-redirect" title="Thermophil">hyperthermophilen</a> Bedingungen wachsen.</li>

<li>Bei Methanogenen ohne Cytochromen fehlt dagegen Methanophenazin. Im Gegensatz zu den Methanosarcinales wachsen jene Methanogene mit CO2 + H2 beziehungsweise Ameisensäure und können weder methylierte Verbindungen noch Acetat verwerten. Eine Ausnahme bildet der im Menschen verkommene M. stadtmanae, der Methanol und Wasserstoff zum Wachstum benötigt. Methanogenen ohne Cytochrome genügt ein H2-Partialdruck von unter 10 Pa, um die Methanogenese durchzuführen. Ihre <a href="Verdopplungszeit" title="Verdopplungszeit">Verdopplungszeit</a> liegt bei unter einer Stunde pro Verdopplung. Unter den Methanogenen ohne Cytochromen findet man viele hyperthermophile Arten.</li></ul>

<div class="mw-heading mw-heading2"><h2 id="Biochemische_Reaktionen">Biochemische Reaktionen</h2></div>

Bei der <a href="Reduktion_(Chemie)" title="Reduktion (Chemie)">Reduktion</a> von <a href="Carboxygruppe" title="Carboxygruppe">Carboxygruppen</a> (–COOH) und von Kohlenstoffdioxid zu Methan spielen <a href="Enzyme" class="mw-redirect" title="Enzyme">Enzyme</a> mit charakteristischen <a href="Coenzym" class="mw-redirect" title="Coenzym">Coenzymen</a> eine wesentliche Rolle. Insbesondere sind dies die Coenzyme <a href="Tetrahydromethanopterin" title="Tetrahydromethanopterin">Tetrahydromethanopterin</a>, <a href="Coenzym_M" title="Coenzym M">Coenzym M</a>, <a href="F430" title="F430">Coenzym F430</a> und <a href="F420" title="F420">F420</a>, sowie spezielle <a href="Elektron" title="Elektron">Elektronen</a>- beziehungsweise Wasserstoffüberträger. Diese kommen teilweise nur bei Methanbildnern vor. Für den komplexen biochemischen Vorgang sind über 200 Gene nötig, die für die entsprechenden Enzyme und Coenzyme kodieren.<a href="#cite_note-LyuShaoAkinyemiWhitman-7">[7]</a>

<div class="mw-heading mw-heading3"><h3 id="Methanogenese_aus_Kohlenstoffdioxid_und_Wasserstoff">Methanogenese aus Kohlenstoffdioxid und Wasserstoff</h3></div>

<div class="mw-heading mw-heading4"><h4 id="Reduktion_von_Kohlenstoffdioxid_zu_Methan">Reduktion von Kohlenstoffdioxid zu Methan</h4></div>

Übersicht EC-Nummern

<ul><li>Formylmethanofuran-<a href="Dehydrogenasen" title="Dehydrogenasen">Dehydrogenase</a> <a href="EC-Nummer" title="EC-Nummer">EC</a> <a rel="nofollow" class="external text" href="https://enzyme.expasy.org/EC/1.2.99.5">1.2.99.5</a></li>

<li>Methenyl-H4MPT-Cyclohydrolase <a href="EC-Nummer" title="EC-Nummer">EC</a> <a rel="nofollow" class="external text" href="https://enzyme.expasy.org/EC/3.5.4.27">3.5.4.27</a></li>

<li>Methylen-H4MPT-Dehydrogenase <a href="EC-Nummer" title="EC-Nummer">EC</a> <a rel="nofollow" class="external text" href="https://enzyme.expasy.org/EC/1.5.99.9">1.5.99.9</a></li>

<li>F420-abhängige Methylen-<a href="Oxidoreduktasen" title="Oxidoreduktasen">Reduktase</a> <a href="EC-Nummer" title="EC-Nummer">EC</a> <a rel="nofollow" class="external text" href="https://enzyme.expasy.org/EC/1.5.99.11">1.5.99.11</a></li>

<li>F420-unabhängige Methylen-Reduktase <a href="EC-Nummer" title="EC-Nummer">EC</a> <a rel="nofollow" class="external text" href="https://enzyme.expasy.org/EC/1.12.98.2">1.12.98.2</a></li>

<li>F420-reduzierende Hydrogenase <a href="EC-Nummer" title="EC-Nummer">EC</a> <a rel="nofollow" class="external text" href="https://enzyme.expasy.org/EC/1.12.98.1">1.12.98.1</a></li>

<li><a href="Methyltransferase" class="mw-redirect" title="Methyltransferase">Methyltransferase</a> <a href="EC-Nummer" title="EC-Nummer">EC</a> <a rel="nofollow" class="external text" href="https://enzyme.expasy.org/EC/2.1.1.86">2.1.1.86</a></li>

<li><a href="Methyl-Coenzym-M-Reduktase" title="Methyl-Coenzym-M-Reduktase">Methyl-Coenzym-M-Reduktase</a> <a href="EC-Nummer" title="EC-Nummer">EC</a> <a rel="nofollow" class="external text" href="https://enzyme.expasy.org/EC/2.8.4.1">2.8.4.1</a></li>

<li>cytosolische Hydrogenase/Reduktase <a href="EC-Nummer" title="EC-Nummer">EC</a> <a rel="nofollow" class="external text" href="https://enzyme.expasy.org/EC/1.8.98.1">1.8.98.1</a></li></ul>

</div>

Damit Kohlenstoffdioxid als Substrat genutzt werden kann, wird es zunächst an die eine reaktive Aminogruppe des Coenzyms Methanfuran (MFR) geknüpft. Dabei entsteht <a href="Methanofuran" title="Methanofuran">N-Carboxymethanofuran</a>, ein instabiles Zwischenprodukt, das zum ersten stabilen Intermediat, dem N-Formylmethanofuran (CHO-MFR), reduziert wird. Eine Formylmethanofuran-Dehydrogenase (MFR-Dehydrogenase) katalysiert diese beiden Reaktionen und benötigt ein Reduktionsmittel in Form von reduziertem <a href="Ferredoxine" title="Ferredoxine">Ferredoxin</a>.

Die für diese Reduktion notwendigen Elektronen stammen dabei entweder aus Wasserstoff, die eine Hydrogenase auf oxidiertes Ferredoxin überträgt. Alternativ gelangen sie aus der Oxidation von Formiat, dem Anion der Ameisensäure, zu Kohlenstoffdioxid, was eine Formiat-Dehydrogenase katalysiert. Da die Bildung von CHO-MFR <a href="Exergone_und_endergone_Reaktion" title="Exergone und endergone Reaktion">endergon</a> ist, wird die nötige Energie aus dem elektrochemischen Ionengradienten der Membran angezapft.<a href="#cite_note-Deppenmeier-2">[2]</a>

Die an MFR gebundene Formylgruppe (–CHO) wird auf <a href="Tetrahydromethanopterin" title="Tetrahydromethanopterin">Tetrahydromethanopterin</a> (H4MPT) übertragen, das strukturell dem <a href="Tetrahydrofols%C3%A4ure" title="Tetrahydrofolsäure">Tetrahydrofolat</a> (THF) anderer Organismen ähnelt. Anschließend wird die an H4MPT gebundene Formylgruppe schrittweise über N5,N10-Methenyl-H4MPT und N5,N10-Methylen-H4MPT zu Methyl-H4MPT (–CH3) reduziert. Dieser Prozess ist vollständig reversibel und kann auch in entgegengesetzter Richtung ablaufen. Reduktionsmittel ist hier F420H2. Eine cytosolische Methenyl-H4MPT-Cyclohydrolase, Methylen-H4MPT-Dehydrogenase beziehungsweise eine (F420-abhängige) Methylen-Reduktase katalysieren diese Reaktionen. In Methanosarcinaarten liegt Tetrahydrosarcinapterin (H4SPT) vor, das dem H4MPT sehr ähnlich ist.<a href="#cite_note-Deppenmeier-2">[2]</a>

Neben der F420-abhängigen Methylen-Reduktase nutzen manche obligaten Hydrogenotrophe Wasserstoff direkt. Diese Methylen-Reduktase enthält im Gegensatz zu anderen Hydrogenasen weder <a href="Eisen-Schwefel-Cluster" title="Eisen-Schwefel-Cluster">Eisen-Schwefel-</a> noch <a href="Nickel" title="Nickel">Nickel</a>-Eisen-Cluster, sie ist „metallfrei“.

Das universelle Reduktionsmittel F420H2 wird nach Oxidation durch eine Eisen-Nickel enthaltende F420-reduzierende Hydrogenase regeneriert, welche Wasserstoff benötigt.

Die Methylgruppe aus Methyl-H4MPT wird dann auf das einfachste Coenzym, <a href="Coenzym_M" title="Coenzym M">Coenzym M</a> (CoM), übertragen. Es entsteht Methyl-CoM, bei der die Methylgruppe mit dem Sulfidrest des Coenzyms verknüpft ist (H3C–S-CoM). Der Transfer erfolgt über eine membrangebundene Methyltransferase. Diese Reaktion ist exergon (ΔG0'= −29 kJ/mol.<a href="#cite_note-Deppenmeier-2">[2]</a>) Methanogene nutzen die hierbei freiwerdende Energie, um etwa zwei Natriumionen pro Umsetzung aus der Zelle zu exportieren. Dadurch bildet sich ein elektrochemisch wirkender Natriumionkonzentrationsunterschied.

Methyl-CoM reagiert schließlich mit Coenzym B (CoB) zu einem gemischten <a href="Disulfide" title="Disulfide">Disulfid</a>, CoM-S–S-CoB, und Methan. Dies ist die Schlüsselreaktion der Methanogenese. Das gemischte Disulfid bezeichnet man auch als Heterodisulfid. Diese Reaktion wird von einer <a href="Methyl-Coenzym-M-Reduktase" title="Methyl-Coenzym-M-Reduktase">Methyl-Coenzym-M-Reduktase</a> katalysiert, die den <a href="F430" title="F430">Cofaktor F430</a> enthält.

In der Bilanz wird damit ein Molekül Kohlenstoffdioxid umgesetzt gemäß:

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<annotation encoding="application/x-tex">{\displaystyle \mathrm {CO_{2}+4\ H_{2}\rightarrow CH_{4}+2\ H_{2}O} }</annotation>

</semantics>

</math><img src="./_assets_/eb734a37dd21ce173a46342d1cc64c92/aa1f1a71ec254a35eb38efa2e74d4774d8d57bf5.svg" class="mwe-math-fallback-image-inline mw-invert skin-invert" aria-hidden="true" style="vertical-align: -0.671ex; width:29.2ex; height:2.509ex;" alt="{\displaystyle \mathrm {CO_{2}+4\ H_{2}\rightarrow CH_{4}+2\ H_{2}O} }" loading="lazy"></dd></dl>

<div class="mw-heading mw-heading4"><h4 id="Regeneration_der_Coenzyme_M_und_B">Regeneration der Coenzyme M und B</h4></div>

Die Coenzyme M und B müssen für einen erneuten Durchgang regeneriert werden. Dies erfolgt durch eine Reduktion von CoM-S–S-CoB zu CoM und CoB und wird durch eine Heterodisulfidreduktase katalysiert. Die für diese Reaktion benötigten Elektronen entstammen entweder aus Wasserstoff, reduziertem Ferredoxin oder F420H2. Bei der Reaktion wird Energie freigesetzt (ΔG0'= −39 kJ·mol−1).

In Methanogenen mit Cytochromen wird CoM-S–S-CoB an einer membranständigen Heterodisulfidreduktase reduziert. In obligaten kohlenstoffreduzierenden Methanogenen ist dies ein Komplex mit drei Untereinheiten (HdrABC), in Methanosarcina-Arten ist er aus zwei Untereinheiten aufgebaut (HdrDE).<a href="#cite_note-Ferry-25">[25]</a> Für die Reduktion werden Elektronen benötigt. Entweder wird Wasserstoff an einer membrangebundenen Hydrogenase oxidiert, die unter anderem <a href="H%C3%A4me_(Stoffgruppe)" title="Häme (Stoffgruppe)">Häm b</a> als <a href="Prosthetische_Gruppe" class="mw-redirect" title="Prosthetische Gruppe">prosthetische Gruppe</a> enthält (Vho). Parallel dazu werden Protonen nach außen transportiert. Der Hydrogenasekomplex wurde beispielsweise im Süßwasser lebenden Ms. barkeri identifiziert. Ms. acetivorans, ein im Salzwasser vorkommendes Archaeon, oxidiert statt Wasserstoff Ferredoxin an einen ebenfalls membranständigen Komplex (Ma-Rnf), der u. a. <a href="Cytochrom_c" title="Cytochrom c">Cytochrom c</a> als prosthetische Gruppe aufweist. Dabei werden Natriumionen nach außen befördert. Falls Ms. acetivorans ausschließlich auf Kohlenmonoxid wächst, oxidiert ein membranständiger F420-Dehydrogenasekomplex (Fpo) reduziertes F420, bei dem Vorgang werden Protonen exportiert.

Die Übertragung der Elektronen vom Hydrogenase- beziehungsweise Dehydrogenasekomplex zur Heterodisulfidreduktase wird durch Methanophenazin vermittelt. Die Reduktion von CoM-S–S-CoB ist exergon, daher werden durch diesen Prozess ebenfalls gleichzeitig Protonen nach außen transportiert, so dass insgesamt eine protonenmotorische Kraft aufgebaut wird. Diese nutzen die Methanogenen zum Aufbau von <a href="Adenosintriphosphat" title="Adenosintriphosphat">ATP</a> (vgl. Abschnitt <a href="#Energiegewinnung">unten</a>).

Dagegen besitzen Methanogene ohne Cytochrome weder Methanophenazin noch eine membrangebundene Heterodisulfidreduktase.<a href="#cite_note-Hydrogenases-26">[26]</a> Für die Oxidation des Heterodisulfides CoM-S–S-CoB nutzen sie eine cytosolische Hydrogenase/Reduktase, die Wasserstoff benötigt und die freiwerdende Energie zur Reduktion von Ferredoxin koppelt. Jedoch liegt kein Mechanismus zugrunde, bei der die freiwerdende Energie zum Aufbau einer protonenmotorischen Kraft gekoppelt werden könnte – die Hetereosulfidreduktase liegt nicht membrangebunden vor. Daher können Methanogene ohne Cytochrome nur den Natriumionenkonzentrationsunterschied nutzen, der bei der Methyltransferasereaktion aufgebaut wird.

<div class="mw-heading mw-heading3"><h3 id="Umsetzung_von_Formiat_zu_Methan">Umsetzung von Formiat zu Methan</h3></div>

Ameisensäure bzw. sein Anion, Formiat (HCOO−), kann von etwa der Hälfte aller Methanogenen als Substrat genutzt werden.<a href="#cite_note-DepUnique-16">[16]</a> Im Gegensatz zu Kohlenstoffdioxid wird es nicht direkt auf MFR übertragen, sondern zunächst durch eine Formiat-Dehydrogenase zu Kohlenstoffdioxid oxidiert. Das Enzym enthält <a href="Molybd%C3%A4n" title="Molybdän">Molybdän</a> und Eisen-Schwefel-Cluster, es wurde bereits aus methanogenen Archaeen isoliert (beispielsweise aus Methanobacterium formicicium und Mc. vannielii). Bei der katalysierten Reaktion wird gleichzeitig F420 zu F420H2 reduziert. Kohlenstoffdioxid wird danach, wie weiter oben beschrieben, zu Methan reduziert.

Wie für die schrittweise Umsetzung von Kohlenstoffdioxid zu Methan werden auch für die Umsetzung von Formiat zu Methan an vier Stellen Reduktionsmittel benötigt. An zwei Stellen werden sie direkt in Form von F420H2 bei der stufenweisen Reduktion von Methenyl-H4MPT zu Methyl-H4MPT verbraucht. An den anderen beiden wird Wasserstoff für die cytosolische Heterodisulfidreduktase benötigt, das die Oxidation von CoM-S–S-CoB zu CoM und CoB und die Bildung von reduziertem Ferredoxin koppelt.<a href="#cite_note-Hydrogenases-26">[26]</a> Wasserstoff kann entweder durch die F420-reduzierende Hydrogenase erzeugt werden oder alternativ durch eine Nickel-freie Hydrogenase.<a href="#cite_note-Lupa-27">[27]</a> Das bei der Heterodisulfidreduktase-Reaktion gebildete reduzierte Ferredoxin wird für die MFR-Dehydrogenase in der Eingangsreaktion benötigt.

Daher sind insgesamt vier Moleküle F420H2 erforderlich, um Formiat in der Methanogenese zu verwerten. Diese werden bereitgestellt, indem vier Moleküle Ameisensäure zu Kohlenstoffdioxid oxidiert werden. Drei Moleküle Kohlenstoffdioxid werden freigesetzt, und das vierte schließlich zu Methan umgesetzt. In der Bilanz ergibt sich damit:

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<annotation encoding="application/x-tex">{\displaystyle \mathrm {4\ HCOOH\rightarrow CH_{4}+3\ CO_{2}+2\ H_{2}O} }</annotation>

</semantics>

</math><img src="./_assets_/eb734a37dd21ce173a46342d1cc64c92/60a8a66e44ac346ba00f797cb3c9640848063951.svg" class="mwe-math-fallback-image-inline mw-invert skin-invert" aria-hidden="true" style="vertical-align: -0.671ex; width:36.926ex; height:2.509ex;" alt="{\displaystyle \mathrm {4\ HCOOH\rightarrow CH_{4}+3\ CO_{2}+2\ H_{2}O} }" loading="lazy"></dd></dl>

<div class="mw-heading mw-heading3"><h3 id="Methanogenese_mit_methylierten_C1-Verbindungen">Methanogenese mit methylierten C1-Verbindungen</h3></div>

C1-Verbindungen mit einer <a href="Methylgruppe" title="Methylgruppe">Methylgruppe</a> wie beispielsweise <a href="Methylamin" title="Methylamin">Methylamin</a> (CH3NH2) oder <a href="Methanol" title="Methanol">Methanol</a> (CH3OH) kommen insbesondere in Meerwasser oder Brackwasser vor und sind anaerobe Abbauprodukte zellulärer Bestandteile bestimmter Pflanzen und des <a href="Phytoplankton" title="Phytoplankton">Phytoplanktons</a>.<a href="#cite_note-DepUnique-16">[16]</a>

Da der Kohlenstoff in der Methylgruppe bereits stärker reduziert ist als in CO2, müssen diese Verbindungen nicht den gesamten Weg wie der beim Kohlenstoffdioxid durchlaufen. Sie werden daher im unteren Drittel des Weges in der Methanogenese in Form von CH3–CoM eingespeist. Neben dem direkten Weg zu Methan werden methylierte Verbindungen auch zu Kohlenstoffdioxid oxidiert. Es gibt also einen oxidativen und einen reduktiven Zweig. Das liegt daran, dass die Elektronen für den reduktiven Zweig aus der Oxidation von Methylgruppe zu Kohlenstoffdioxid entnommen werden müssen, da die Nutzung von Wasserstoff aus der Umgebung (als Elektronenquelle) häufig nicht möglich ist.

Ein Molekül Methanol wird beispielsweise zu Kohlenstoffdioxid oxidiert, so dass mit Hilfe der freigesetzten Reduktionsäquivalente drei Moleküle zu Methan reduziert werden. Diese <a href="Disproportionierung" title="Disproportionierung">Disproportionierung</a> erfolgt z. B. gemäß:

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<annotation encoding="application/x-tex">{\displaystyle \mathrm {4\ CH_{3}OH\rightarrow 3\ CH_{4}+CO_{2}+2\ H_{2}O} }</annotation>

</semantics>

</math><img src="./_assets_/eb734a37dd21ce173a46342d1cc64c92/5c5c0ac787118fa1230303f1c348a78fabc77b0a.svg" class="mwe-math-fallback-image-inline mw-invert skin-invert" aria-hidden="true" style="vertical-align: -0.671ex; width:36.172ex; height:2.509ex;" alt="{\displaystyle \mathrm {4\ CH_{3}OH\rightarrow 3\ CH_{4}+CO_{2}+2\ H_{2}O} }" loading="lazy"></dd></dl>

Diese beiden Zweige treten auch bei der Umsetzung von Methylaminen durch Methanosarcina auf. Methylamine werden zu Methan, CO2 und <a href="Ammoniak" title="Ammoniak">Ammoniak</a> (NH3) verstoffwechselt, wobei drei der Methylgruppen zu Methan reduziert und eine zu Kohlenstoffdioxid oxidiert wird.

Hierbei wird die Methylgruppe des Substrates auf CoM übertragen und schließlich – wie oben beschrieben – zu Methan reduziert. Den Transfer auf CoM katalysieren cytosolische Methyltransferasen, die für die Reaktion <a href="Pyrrolysin" title="Pyrrolysin">Pyrrolysin</a> als <a href="Aminos%C3%A4uren" title="Aminosäuren">22. Aminosäure</a> benötigen und ein <a href="Corrin#Corrinoide" title="Corrin">Corrinoid</a> als prosthetische Gruppe enthalten.

Im oxidativen Zweig wird die Methylgruppe auf H4MPT durch eine membrangebundene Methyl-H4MPT-CoM-Methyltransferase übertragen. Da diese Reaktion Energie verbraucht (endergon ist), wird hierfür der elektrochemische Natriumionengradient angezapft. Methyl-H4MPT wird dann, in umgekehrter Reihenfolge wie oben beschrieben, zu Formyl-H4MPT oxidiert, wobei gleichzeitig F420 reduziert wird. Die Formylgruppe wird an MFR gekoppelt und schließlich durch die Formyl-Dehydrogenase zu Kohlenstoffdioxid oxidiert. Formal entsprechen also die Reaktionen des oxidativen Zweiges der umgekehrten Verstoffwechslung von Kohlenstoffdioxid zu CH3-CoM.

Beispielsweise werden vier Moleküle Methylamin umgesetzt zu:

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<annotation encoding="application/x-tex">{\displaystyle \mathrm {4\ CH_{3}NH_{2}+2\ H_{2}O\rightarrow 3\ CH_{4}+CO_{2}+4\ NH_{3}} }</annotation>

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</math><img src="./_assets_/eb734a37dd21ce173a46342d1cc64c92/99b3c1b26f12113fe8dc778322410afd2bb586c4.svg" class="mwe-math-fallback-image-inline mw-invert skin-invert" aria-hidden="true" style="vertical-align: -0.671ex; width:46.285ex; height:2.509ex;" alt="{\displaystyle \mathrm {4\ CH_{3}NH_{2}+2\ H_{2}O\rightarrow 3\ CH_{4}+CO_{2}+4\ NH_{3}} }" loading="lazy"></dd></dl>

Allgemein werden methylierte C1-Verbindungen abgebaut gemäß:

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<annotation encoding="application/x-tex">{\displaystyle \mathrm {4\ CH_{3}{\text{-}}R+2\ H_{2}O\rightarrow 3\ CH_{4}+CO_{2}+4\ RH} }</annotation>

</semantics>

</math><img src="./_assets_/eb734a37dd21ce173a46342d1cc64c92/de05a56e486acc3e9cb9404fe17fa765a58f6fe0.svg" class="mwe-math-fallback-image-inline mw-invert skin-invert" aria-hidden="true" style="vertical-align: -0.671ex; width:43.143ex; height:2.509ex;" alt="{\displaystyle \mathrm {4\ CH_{3}{\text{-}}R+2\ H_{2}O\rightarrow 3\ CH_{4}+CO_{2}+4\ RH} }" loading="lazy"></dd></dl>

(mit R = –SH, –OH, –NH2, –NHCH3, –N(CH3)2, –N(CH3)3+)

<div class="mw-heading mw-heading3"><h3 id="Spaltung_von_Acetat_zu_Methan_und_Kohlenstoffdioxid">Spaltung von Acetat zu Methan und Kohlenstoffdioxid</h3></div>

Übersicht EC-Nummern

<ul><li>Acetyl-CoA-Synthetase <a href="EC-Nummer" title="EC-Nummer">EC</a> <a rel="nofollow" class="external text" href="https://enzyme.expasy.org/EC/6.2.1.1">6.2.1.1</a></li>

<li>Acetatkinase <a href="EC-Nummer" title="EC-Nummer">EC</a> <a rel="nofollow" class="external text" href="https://enzyme.expasy.org/EC/2.7.2.1">2.7.2.1</a></li>

<li>Phosphotransacetylase <a href="EC-Nummer" title="EC-Nummer">EC</a> <a rel="nofollow" class="external text" href="https://enzyme.expasy.org/EC/2.3.1.8">2.3.1.8</a></li></ul>

</div>

Acetat (CH3COOH) ist die einzige C2-Verbindung für die Methanogenese, die nur Vertreter der Gattungen Methanosaeta und Methanosarcina umsetzen können. Im Vergleich zu allen anderen Methanbildnern stammt indes der überwiegend größere Teil an Methan weltweit aus der Spaltung von Acetat.<a href="#cite_note-DepUnique-16">[16]</a>

Um als Substrat für die Methanogenese genutzt zu werden, wird Acetat zunächst „aktiviert“. Dies erfolgt dadurch, dass es an <a href="Coenzym_A" title="Coenzym A">Coenzym A</a> verknüpft wird, so dass <a href="Acetyl-CoA" class="mw-redirect" title="Acetyl-CoA">Acetyl-CoA</a> entsteht. Hierbei wurden zwei Stoffwechselwege identifiziert:

<ul><li>Entweder geschieht die Aktivierung direkt durch eine Acetyl-CoA-Synthetase, bei dem Vorgang wird ein Molekül ATP zu <a href="Adenosinmonophosphat" title="Adenosinmonophosphat">AMP</a> und <a href="Diphosphate" title="Diphosphate">Pyrophosphat</a> (PPi) gespalten. Die Acetyl-CoA-Synthetase findet man in obligat acetotrophen Methanogenen der Gattung Methanosaeta.</li>

<li>Alternativ erfolgt der Prozess schrittweise: Acetat wird durch eine Acetatkinase mittels ATP zunächst <a href="Phosphorylierung" title="Phosphorylierung">phosphoryliert</a>, dabei entsteht <a href="Acetylphosphat" title="Acetylphosphat">Acetylphosphat</a>.<a href="#cite_note-28">[28]</a> Dieses reagiert mit Coenzym A zu Acetyl-CoA. Eine Phosphotransacetylase katalysiert die zweite Reaktion.</li></ul>

Acetyl-CoA (CH3-CO-SCoA) wird für den weiteren Verlauf in drei Bestandteile gespalten: Coenzym A (HS-CoA), die Methylgruppe (–CH3) und die Carboxygruppe (–CO). Diese Reaktion findet im CO-Dehydrogenase/Acetyl-CoA-Synthase-Komplex (kurz CODH/ACS) statt. Der Komplex transferiert die Methylgruppe auf H4MPT, das wie weiter oben beschrieben zu Methan umgesetzt wird. CO wird enzymgebunden zu CO2 oxidiert, die dabei freiwerdenden Elektronen gelangen auf Ferredoxin, das für die Regenerierung von Coenzym B und M benötigt wird. Die Spaltung von Acetyl-CoA in drei Bestandteile entspricht formal der Umkehrung des <a href="Reduktiver_Acetyl-CoA-Weg" title="Reduktiver Acetyl-CoA-Weg">reduktiven CoA-Weges</a>, bei der Acetyl-CoA gebildet wird. Aus einem Molekül Acetat wird somit ein Molekül Kohlenstoffdioxid sowie ein Molekül Methan gebildet, gemäß:

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<annotation encoding="application/x-tex">{\displaystyle \mathrm {CH_{3}COOH\rightarrow \ CH_{4}+CO_{2}} }</annotation>

</semantics>

</math><img src="./_assets_/eb734a37dd21ce173a46342d1cc64c92/2dfc9813ac1bbc58c7017ada243042fc2027d4ad.svg" class="mwe-math-fallback-image-inline mw-invert skin-invert" aria-hidden="true" style="vertical-align: -0.671ex; width:27.564ex; height:2.509ex;" alt="{\displaystyle \mathrm {CH_{3}COOH\rightarrow \ CH_{4}+CO_{2}} }" loading="lazy"></dd></dl>

<div class="mw-heading mw-heading2"><h2 id="Energiegewinnung">Energiegewinnung</h2></div>

<div class="mw-heading mw-heading3"><h3 id="ATP-Synthese">ATP-Synthese</h3></div>

Im Zuge der Methanogenese wird sowohl ein <a href="Protonengradient" title="Protonengradient">Protonen-</a>, als auch ein Natriumionen-Konzentrationsunterschied erzeugt, was gleichzeitig zu einer <a href="Membranpotential" title="Membranpotential">Energetisierung der Zellmembran</a> führt (ΔµH+, ΔµNa+).<a href="#cite_note-Deppenmeier-2">[2]</a> Dabei sind Methanogene die einzigen Organismen, die diese beiden Konzentrationsunterschiede parallel aufbauen. Wie bei der anaeroben oder aeroben Atmung wird die Energie beider Konzentrationsunterschiede zum Aufbau von ATP durch eine <a href="ATP-Synthase" title="ATP-Synthase">ATP-Synthase</a> genutzt.

Archaeen besitzen ATP-Synthasen des Typs A1AO, Bakterien, <a href="Mitochondrium" title="Mitochondrium">Mitochondrien</a> und <a href="Chloroplast" title="Chloroplast">Chloroplasten</a> die F1FO-ATP-Synthase und Eukaryoten die vom Typ V1VO. Hierbei nutzen Methanogene eine A1AO-ATP-Synthase. Im <a href="Genom" title="Genom">Genom</a> von Ms. barkeri und Ms. acetivorans wurden zwar auch Gene für eine bakterielle F1FO-ATP-Synthase entdeckt. Jedoch ist es nicht einmal sicher, ob diese auch <a href="Genexpression" title="Genexpression">abgelesen</a> werden und überhaupt funktionell vollständig sind.<a href="#cite_note-Deppenmeier-2">[2]</a> Wahrscheinlich sind diese Gene durch <a href="Horizontaler_Gentransfer" title="Horizontaler Gentransfer">horizontalen Gentransfer</a> in das Genom jener Archaeen gelangt.

Ob die A1AO-ATP-Synthase in methanogenen Archaeen sowohl Protonen als auch Natriumionen akzeptiert, ist noch nicht eindeutig geklärt. Durch das Vorhandensein eines Na+/H+-Antiporters kann der elektrochemische Natriumionen-Konzentrationsunterschied aber jederzeit in eine protonenmotorische Kraft umgewandelt werden. So hat man im Genom von Ms. mazei drei dieser Transporter identifiziert.

Die genaue Struktur der ATP-Synthase ist noch Gegenstand der Forschung. A1AO-ATP-Synthasen ähneln zwar eukaryotischen des Typs V1VO, sind aber funktionell anders – sie erzeugen ATP, während letztere ATP zum Aufbau eines Ionengradienten <a href="Hydrolyse" title="Hydrolyse">hydrolysieren</a> und damit verbrauchen.<a href="#cite_note-DepUnique-16">[16]</a> Die meisten Archaeen haben einen Rotor von 12 <a href="ATP-Synthase#Bewegungs-_und_Reaktionsabläufe" title="ATP-Synthase">Gruppen</a>. Die katalytische Domäne, an der ATP erzeugt wird, weist drei Bindestellen auf. Damit genügen vier Protonen zur Synthese eines Moleküls ATP. Als Ausnahme gilt die ATP-Synthase in Mc. janaschii und Mc. maripaludis, bei denen das Rotorelement nur über 8 Gruppen verfügt. Damit genügen durchschnittlich 2,6 Protonen für die Synthese eines Moleküls ATP.

<div class="mw-heading mw-heading3"><h3 id="Energieausbeute">Energieausbeute</h3></div>

Die Reduktion von Kohlenstoffdioxid zu Methan durch Wasserstoff ist <a href="Exergon" class="mw-redirect" title="Exergon">exergon</a> (energiefreisetzend). Unter <a href="Standardbedingungen" title="Standardbedingungen">Standardbedingungen</a> bei pH 7 beträgt die Änderung der <a href="Gibbs-Energie" title="Gibbs-Energie">Gibbs-Energie</a> ΔG0’ je nach Literaturangabe −130,<a href="#cite_note-DepRedox-17">[17]</a> −131<a href="#cite_note-Deppenmeier-2">[2]</a><a href="#cite_note-Thauer-9">[9]</a><a href="#cite_note-Martin-20">[20]</a> oder −135<a href="#cite_note-Liu-4">[4]</a> kJ/mol CH4. Unter solchen Bedingungen würden in der Methanogenese je Molekül gebildeten Methans drei Moleküle ATP aus ADP und Pi gebildet werden können. Die ΔG0’-Werte bei den anderen methanogenen Reaktionen sind in obiger Tabelle aufgeführt.

Für die Berechnung von ΔG0’ werden – neben einer Temperatur von 25 °C und einem pH-Wert von 7 – Konzentrationen der gelösten Gase im Gleichgewicht mit <a href="Gasdruck#Gasdruck" class="mw-redirect" title="Gasdruck">Gasdrücken</a> von 105 <a href="Pascal_(Einheit)" title="Pascal (Einheit)">Pa</a> vorausgesetzt.<a href="#cite_note-Thauer-9">[9]</a> Dies entspricht jedoch nicht den natürlichen Bedingungen, denn solche hohen Gaskonzentrationen kommen in den Habitaten weder vor, noch könnten sie in der Zelle aufrechterhalten werden. Damit fällt die Energieausbeute unter natürlichen Bedingungen niedriger aus.

In den meisten Habitaten herrscht ein H2-Gasdruck von etwa 1–10 Pa vor.<a href="#cite_note-Thauer-9">[9]</a> Unter diesen Bedingungen und pH=7 liegt die Änderung der Freien Energie (ΔG) bei etwa −17 bis −40 kJ/mol Methan, womit weniger als durchschnittlich ein Molekül ATP pro erzeugtem Molekül Methan gebildet werden kann. Außerdem spielen für die Berechnung von ΔG der <a href="PH-Wert" title="PH-Wert">pH-Wert</a>, der vorherrschende <a href="Druck_(Physik)" title="Druck (Physik)">Druck</a> und auch die Temperatur eine Rolle. So fällt die Änderung der Freien Energie bei der Reduktion von Kohlenstoffdioxid zu Methan durch Wasserstoff unter Standardbedingungen (25 °C) von −131 kJ/mol auf −100 kJ/mol, wenn eine Temperatur von 100 °C vorliegt.<a href="#cite_note-Thauer-9">[9]</a>

Auch bei der Verwendung anderer C1-Verbindungen ist ΔG' gering, so dass viele Methanogene knapp am „thermodynamischen Limit“ wachsen.<a href="#cite_note-Deppenmeier-2">[2]</a>

<div class="mw-heading mw-heading2"><h2 id="Evolution">Evolution</h2></div>

Genomische Analysen zeigen, dass sich die Methanogenese früh in Euryarchaeota und erst nach Abspaltung der <a href="Thermococcales" class="mw-redirect" title="Thermococcales">Thermococcales</a> etabliert hatte.<a href="#cite_note-Gribaldo-29">[29]</a> Dies wird dadurch untermauert, dass alle Methanogenen die gleichen homologen Enzyme und Cofaktoren für den zentralen methanogenen Stoffwechselweg teilen. Darüber hinaus ist die Methanogenese in der <a href="Evolution" title="Evolution">Evolution</a> wahrscheinlich nur einmal aufgetreten, da sich ein <a href="Horizontaler_Gentransfer" title="Horizontaler Gentransfer">horizontaler Gentransfer</a> zwischen den Methanogenen nicht nachweisen lässt. So liegen zwischen den Ordnungen Methanopyrales, Methanobacteriales, Methanococcales (Klasse I-Methanogene) sowie Methanomicrobiales (Klasse II-Methanogene) und Methanosarcinales (Klasse III-Methanogene) Ordnungen, die keine Methanogenese durchführen können, z. B. die <a href="Thermoplasmatales" title="Thermoplasmatales">Thermoplasmatales</a>, <a href="Archaeoglobales" class="mw-redirect" title="Archaeoglobales">Archaeoglobales</a> und <a href="Halobacteriales" class="mw-redirect" title="Halobacteriales">Halobacteriales</a>. Zwar können beispielsweise in A. fulgidus noch Enzyme für die ersten Schritte der Methanogenese nachgewiesen werden. Dem Archaeon fehlen Enzyme für die letzten beiden Schritte, so auch die Coenzym M-Reduktase. Wahrscheinlich haben die Archaeen in diesen drei Ordnungen die Fähigkeit zur Methanogenese im Laufe der Evolution unabhängig voneinander verloren.

Warum recht früh und „plötzlich“ die Methanogenese in Euryarchaeota aufgetreten ist, bleibt noch Gegenstand der Forschung. Über die Entstehung der Methanogenese gibt es verschiedene Theorien. Eine davon besagt, dass der letzte gemeinsame Vorfahre aller Archaeen selbst ein methanogener Organismus war.<a href="#cite_note-Gribaldo-29">[29]</a> Manche Archaeen betreiben Methanogenese in Umgebungen extremen Salz- und Säuregehaltes sowie hoher Temperaturen. Da gerade diese Umweltbedingungen vermutlich auch nach der Entstehung der Erde vorgeherrscht haben, könnten methanogene Archaeen zu den ersten Lebensformen gezählt haben.<a href="#cite_note-Deppenmeier-2">[2]</a> Demzufolge müsste aber die Fähigkeit zur Methanogenese sowohl in allen Crenarchaeota als auch in allen anderen nicht-methanogenen Linien unabhängig voneinander verloren gegangen sein, was als recht unwahrscheinlich angesehen wird.<a href="#cite_note-Fournier-21">[21]</a>

Nach einer anderen Theorie liegt der Ursprung der Methanogenese möglicherweise in der Oxidation von Methan, also im umgekehrten Stoffwechselweg. Diese auch methanotroph genannten Organismen oxidieren Methan zu Kohlenstoffdioxid und Wasser, wobei dies in Bakterien aerob und Archaeen anaerob<a href="#cite_note-Martin_2003A_conspicuous_ni-30">[30]</a> geschieht. Dagegen spricht allerdings eine gegenteilige Annahme: Diese besagt, dass solche methanotrophen Archaeen eher aus methanogenen Archaeen hervorgegangen sind. Denn es wurde postuliert, dass die Methanogenese, die anaerobe Methanotrophie der Archaeen und die aerobe Methanotrophie der Bakterien aus einem gemeinsamen Stoffwechselweg hervorgegangen sind, der im letzten gemeinsamen <a href="Urvorfahr" title="Urvorfahr">Vorfahren</a> (MCRA, engl. für most recent common ancestor) ursprünglich zur Entgiftung von <a href="Formaldehyd" title="Formaldehyd">Formaldehyd</a> diente.

Eine neue Theorie betrachtet die Rolle <a href="Pyrrolysin" title="Pyrrolysin">Pyrrolysins</a> (Pyl) im Methyl-Corrinoid-Weg der Methanosarcinales, durch den Methylamine in die Methanogenese eintreten können.<a href="#cite_note-Fournier-21">[21]</a> Die Methylgruppe dieser Methylamine wird durch eine spezifische Methyltransferase auf ein Corrinoid-enthaltenes Protein übertragen (vgl. Abschnitt oben). Methyltransferasen enthalten die 22. Aminosäure Pyrrolysin im katalytisch aktiven Zentrum. Pyrrolysin wurde so gut wie in keinem anderen Enzym nachgewiesen. Da die gesamte Pyl-Maschinerie stammesgeschichtlich als sehr alt gilt, vermutet man, dass sie durch horizontalen Gentransfer aus vermutlich mehreren Donorlinien stammt, die entweder inzwischen alle ausgestorben sind oder noch nicht entdeckt wurden. Dies setzt aber auch voraus, dass die Donorlinie, aus der die Pyl-Maschinerie stammt, bereits einen gewissen Grad an <a href="Artenvielfalt" title="Artenvielfalt">Diversität</a> zu dem Zeitpunkt erreicht hatte, als noch ein gemeinsamer Vorfahre unserer drei <a href="Dom%C3%A4ne_(Biologie)" title="Domäne (Biologie)">Domänen</a> existierte.

Nur in Methanosarcinales wurden Cytochrome gefunden. Sie verfügen über ein breiteres Substratspektrum als Methanogene ohne Cytochrome, sie nutzen beispielsweise auch Acetat. Man nimmt an, dass sich die Methanogenese aus Acetat erst spät entwickelt hat. Vermutlich sind die für die Acetat-Nutzung benötigten Gene der Acetat-Kinase erst durch <a href="Horizontaler_Gentransfer" title="Horizontaler Gentransfer">horizontalen Gentransfer</a> von einem <a href="Cellulose" title="Cellulose">Cellulose</a> abbauenden, zu den <a href="Clostridien" title="Clostridien">Clostridien</a> gehörenden <a href="Acetogenese" title="Acetogenese">acetogenen</a> Bakterium in die methanogenen <a href="Archaea" class="mw-redirect" title="Archaea">Archaea</a> gelangt.<a href="#cite_note-Gregory_2008Evolution_of_ace-31">[31]</a><a href="#cite_note-Sofya_2015Horizontal_gene-32">[32]</a>

Bei Wachstum auf Kohlenstoffdioxid + Wasserstoff benötigen Methanosarcinales hohe H2-Konzentrationen, so dass sie bei geringeren Gasdrücken immer von Methanogenen ohne Cytochrome übervorteilt werden. Dies führte im Laufe der Evolution dazu, dass manche Methanosarcinales, wie beispielsweise Ms. acetivorans, Methanolobus tindarius und <a href="Methanothrix_soehngenii" class="mw-redirect" title="Methanothrix soehngenii">Methanothrix soehngenii</a>, vollständig die Fähigkeit verloren haben, Kohlenstoffdioxid als Substrat unter Mitverwendung von Wasserstoff zu nutzen.<a href="#cite_note-Thauer-9">[9]</a> Da die Methanogenese mit Kohlenstoffdioxid und Wasserstoff sehr weit verbreitet ist, geht man davon aus, dass diese Form die ursprünglichste ist.<a href="#cite_note-Enzmann-6">[6]</a>

<div class="mw-heading mw-heading2"><h2 id="Andere_Arten_der_biologischen_Methanfreisetzung">Andere Arten der biologischen Methanfreisetzung</h2></div>

Auch unter <a href="Aerobie" title="Aerobie">aeroben</a> Bedingungen wurde eine biogene Methanfreisetzung beobachtet. 2006 wurde postuliert, dass lebende Pflanzen und totes Pflanzenmaterial bis zu 40 % zur globalen biologisch erzeugten Methanmenge beitragen.<a href="#cite_note-Keppler-33">[33]</a> Dies wurde durch spätere Messungen aber revidiert, aus denen hervorging, dass Pflanzen nur einen vergleichsweise sehr geringen Teil Methan produzieren.<a href="#cite_note-Dueck-34">[34]</a> Darüber hinaus scheint es sich hierbei nicht um einen spezifischen Stoffwechselweg zu handeln. Stattdessen führt beispielsweise hoher UV-Stress zur spontanen Zerstörung von Biomasse, wodurch Methan gebildet wird. Außerdem könnte in Wasser gelöstes Methan in der Pflanze freigesetzt und in die Atmosphäre abgegeben werden.<a href="#cite_note-Nisbet-35">[35]</a>

Auch für <a href="Meer" title="Meer">marine</a> Mikroorganismen wie Bakterien wurde eine aerobe Methanogenese postuliert. Diese können Methylphosphonsäure (MPS) durch eine spezielle <a href="Lyasen" title="Lyasen">Lyase</a> zu Phosphonat und Methan spalten.<a href="#cite_note-Karl-36">[36]</a> Jedoch wurde MPS weder frei in marinen Ökosystemen nachgewiesen, noch ist es eine natürlich vorkommende Verbindung.<a href="#cite_note-Metcalf-37">[37]</a> Eine mögliche Quelle für Methylphosphonsäure könnte das Archaeon <a href="Nitrosopumilus_maritimus" title="Nitrosopumilus maritimus">Nitrosopumilus maritimus</a> sein, das Polysaccharide erzeugt, die mit MPS verknüpft sind und einen Stoffwechselweg aufweist, der <a href="Phosphoenolbrenztraubens%C3%A4ure" title="Phosphoenolbrenztraubensäure">Phosphoenolpyruvat</a> zu MPS umsetzen kann.

<a href="In-vitro" class="mw-redirect" title="In-vitro">In-vitro</a> wurde ein neuer enzymatischer Mechanismus für eine bakterielle <a href="S-Adenosylmethionin" title="S-Adenosylmethionin">SAM</a>-abhängige Lyase gezeigt, der Ribose-1-phosphonat-5-phosphat zu Methan und Ribose-1,2-zyklisches Phosphat-5-phosphat spaltet.<a href="#cite_note-Kamat-38">[38]</a> Wenn die Konzentration von Phosphonaten niedrig ist, können mit der Lyase unreaktive Kohlenstoff-Phosphor-Verbindungen unter aeroben Bedingungen gespalten werden; dabei wird Methan freigesetzt.

Möglicherweise setzen auch <a href="Saprobiont" title="Saprobiont">saprotrophe</a> <a href="Pilze" title="Pilze">Pilze</a> stoffwechselspezifisch Methan aus <a href="Methionin" title="Methionin">Methionin</a> frei.<a href="#cite_note-Lenhart-39">[39]</a>

Das Bakterium <a href="Rhodopseudomonas_palustris" title="Rhodopseudomonas palustris">Rhodopseudomonas palustris</a> kann mittels einer reinen Eisen-haltigen <a href="Nitrogenase" title="Nitrogenase">Nitrogenase</a> in einer einzigen enzymatischen Reaktion N2 zusammen mit CO2 und Protonen zu Methan, Ammoniak und H2 umsetzen.<a href="#cite_note-40">[40]</a>

Im Jahr 2020 wurde durch Messungen im Labor gezeigt, dass <a href="Cyanobakterien" title="Cyanobakterien">Cyanobakterien</a> unabhängig von der Methanogenese durch Archaeen Methan produzieren können.<a href="#cite_note-Bizic-etal2020-pmid31998836-41">[41]</a> Ein Anlass für die Untersuchungen war durch eine frühere Beobachtung gegeben, dass in oberen Gewässerschichten Methan und Sauerstoff gleichzeitig anwesend sein können, obwohl Sauerstoff die Methanogenese durch Archaeen verhindern sollte. Dieses Phänomen ist schon lange bekannt,<a href="#cite_note-42">[42]</a> wird auch als „Methan-Paradoxon“ bezeichnet und tritt oft in Zusammenhang mit einer hohen Konzentration an Cyanobakterien (<a href="Algenbl%C3%BCte" title="Algenblüte">Algenblüte</a>) auf. Es wurde gezeigt, dass sowohl einzellige als auch filamentöse Cyanobakterien, die im Süßwasser, im Meer und an Land vorkommen können, sowohl unter Lichteinfluss als auch im Dunkeln, unter oxischen wie auch unter anoxischen Bedingungen Methan in Mengen produzieren, die berücksichtigt werden müssen. Es wird zwar einerseits angegeben, dass die Produktion von Methan bei den untersuchten Cyanobakterien drei bis vier Magnituden geringer sei als bei typischen methanogenen Archaeen, andererseits wird darauf verwiesen, dass die Cyanobakterien durch ihre Menge und dadurch, dass sie auch in Gegenwart von Sauerstoff Methan bilden können, eine große Bedeutung zukäme. Außerdem würden die Cyanobakterien Methan auch in den oberen Wasserschichten produzieren, sodass es schnell in die Atmosphäre entweichen könnte. Es wird ein Zusammenhang zwischen der Photosynthese und der Methanfreisetzung vermutet, da Lichteinfall zu einer schnellen und starken Reaktion in Bezug auf die Methan-Produktion führt und weil Inhibitoren der Photosynthese die Methanfreisetzung hemmen.<a href="#cite_note-Bizic-etal2020-pmid31998836-41">[41]</a>

<div class="mw-heading mw-heading2"><h2 id="Anwendung">Anwendung</h2></div>

Das aus Biomasse mikrobiell gebildete Methan enthält einen großen Teil der Energie, die im Ausgangsprodukt gespeichert war. Das macht man sich in verschiedenen technischen Anwendungen zu Nutze. So wird in <a href="Fermenter" class="mw-redirect" title="Fermenter">Fermentern</a> von Biogasanlagen, <a href="Faulturm" title="Faulturm">Faultürmen</a> von Klärwerken und in <a href="Deponie" title="Deponie">Deponiekörpern</a> die Methanbildung zur Erzeugung von <a href="Faulgas" title="Faulgas">Faulgasen</a> (<a href="Biogas" title="Biogas">Biogas</a>, <a href="Kl%C3%A4rgas" class="mw-redirect" title="Klärgas">Klärgas</a>, <a href="Deponiegas" title="Deponiegas">Deponiegas</a>) verwendet. Die dabei eingesetzte Biomasse wäre mit anderen Verfahren nicht oder nur schwierig energetisch nutzbar.

Die Nutzung des Methans in technischen Anwendungen, wie z. B. einem an eine <a href="Biogasanlage" title="Biogasanlage">Biogasanlage</a> angeschlossenes <a href="Blockheizkraftwerk" title="Blockheizkraftwerk">Blockheizkraftwerk</a> (BHKW), erfolgt durch Oxidation mit Sauerstoff:

<msub>

</mrow>

</msub>

<msub>

</mrow>

</msub>

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</mrow>

</msub>

<msub>

</mrow>

</msub>

</mrow>

</mstyle>

</mrow>

<annotation encoding="application/x-tex">{\displaystyle \mathrm {CH_{4}+2\ O_{2}\longrightarrow CO_{2}+2\ H_{2}O} }</annotation>

</semantics>

</math><img src="./_assets_/eb734a37dd21ce173a46342d1cc64c92/5d642f2b58ab2f8023a0000e0fee96d3c124f5ac.svg" class="mwe-math-fallback-image-inline mw-invert skin-invert" aria-hidden="true" style="vertical-align: -0.671ex; width:30.747ex; height:2.509ex;" alt="{\displaystyle \mathrm {CH_{4}+2\ O_{2}\longrightarrow CO_{2}+2\ H_{2}O} }" loading="lazy"></dd></dl>

<div class="mw-heading mw-heading2"><h2 id="Literatur">Literatur</h2></div>

<ul><li>Lexikon der Biologie. Band 9, Spektrum Akademischer Verlag, Heidelberg 2002, ISBN 3-8274-0334-0.</li>

<li>Georg Fuchs (Hrsg.): Allgemeine Mikrobiologie. Begründet von <a href="Hans_G%C3%BCnter_Schlegel" title="Hans Günter Schlegel">Hans-Günter Schlegel</a>, 8. Auflage. Georg Thieme Verlag, Stuttgart, New York 2007, ISBN 978-3-13-444608-1.</li>

<li>Michael T. Madigan, John M. Martinko, Paul V. Dunlap, David P. Clark: Brock – Biology of Microorganisms. 12. Auflage. Pearson, San Francisco 2009, ISBN 0-321-53615-0.</li>

<li>Rudolf K. Thauer, Anne Kristin Kaster, Meike Goenrich, Michael Schick, Takeshi Hiromoto, Seigo Shima: Hydrogenases from methanogenic archaea, nickel, a novel cofactor, and H2 storage. In: <a href="Annual_Review_of_Biochemistry" title="Annual Review of Biochemistry">Annual Review of Biochemistry</a>. Band 79, 2010. <a class="external mw-magiclink-pmid" rel="nofollow" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/20235826?dopt=Abstract">PMID 20235826</a>, <a href="https://doi.org/10.1146/annurev.biochem.030508.152103" class="extiw external" title="doi:10.1146/annurev.biochem.030508.152103">doi:10.1146/annurev.biochem.030508.152103</a>, S. 507–536</li>

<li>G. Fournier: Horizontal gene transfer and the evolution of methanogenic pathways. In: Methods in Molecular Biology. Band 532, 2009. <a class="external mw-magiclink-pmid" rel="nofollow" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/19271184?dopt=Abstract">PMID 19271184</a>, <a href="https://doi.org/10.1007/978-1-60327-853-9" class="extiw external" title="doi:10.1007/978-1-60327-853-9">doi:10.1007/978-1-60327-853-9</a>, S. 163–179</li>

<li>Rudolf K. Thauer, Anne Kristin Kaster, Henning Seedorf, Wolfgang Buckel, Reiner Hedderich: Methanogenic archaea: ecologically relevant differences in energy conservation. In: <a href="Nature_Reviews_Microbiology" title="Nature Reviews Microbiology">Nature Reviews Microbiology</a>. Band 6, Nr. 8, 2008. <a class="external mw-magiclink-pmid" rel="nofollow" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/18587410?dopt=Abstract">PMID 18587410</a>, <a href="https://doi.org/10.1038/nrmicro1931" class="extiw external" title="doi:10.1038/nrmicro1931">doi:10.1038/nrmicro1931</a>, S. 579–591</li>

<li>U. Deppenmeier, V. Müller: Life close to the thermodynamic limit: how methanogenic archaea conserve energy. In: Results and Problems in Cell Differentiation. Band 45, 2008. <a class="external mw-magiclink-pmid" rel="nofollow" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/17713742?dopt=Abstract">PMID 17713742</a>, <a href="Digital_Object_Identifier" title="Digital Object Identifier">doi</a>:<a rel="nofollow" class="external text" href="https://doi.org/10.1007/400_2006_026">10.1007/400_2006_026</a>, S. 123–152</li>

<li>J. G, Ferry (): How to make a living by exhaling methane. In: Annual Review of Microbiology. Band 64, 2010. <a class="external mw-magiclink-pmid" rel="nofollow" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/20528692?dopt=Abstract">PMID 20528692</a>, <a href="https://doi.org/10.1146/annurev.micro.112408.134051" class="extiw external" title="doi:10.1146/annurev.micro.112408.134051">doi:10.1146/annurev.micro.112408.134051</a>, S. 453–473</li></ul>

<div class="mw-heading mw-heading2"><h2 id="Weblinks">Weblinks</h2></div>

<ul><li><a rel="nofollow" class="external text" href="http://www.genome.jp/kegg-bin/show_pathway?ec00680+1.2.99.5">Stoffwechselweg in der Übersicht</a> (Datenbank bei <a href="Kyoto_Encyclopedia_of_Genes_and_Genomes" title="Kyoto Encyclopedia of Genes and Genomes">KEGG</a>)</li></ul>

<div class="mw-heading mw-heading2"><h2 id="Einzelnachweise">Einzelnachweise</h2></div>

<li id="cite_note-Brock-1"><a href="#cite_ref-Brock_1-0">↑</a> Michael T. Madigan, John M. Martinko: Brock – Mikrobiologie. 11. überarbeitete Auflage. Übersetzung von Brock – Biology of microorganisms 11. ed. ins Deutsche. Pearson Studium, München 2006, ISBN 3-8273-7187-2.

</li>

U. Deppenmeier, V. Müller: Life close to the thermodynamic limit: how methanogenic archaea conserve energy. In: Results and Problems in Cell Differentiation. Band 45, 2008. <a class="external mw-magiclink-pmid" rel="nofollow" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/17713742?dopt=Abstract">PMID 17713742</a>, <a href="Digital_Object_Identifier" title="Digital Object Identifier">doi</a>:<a rel="nofollow" class="external text" href="https://doi.org/10.1007/400_2006_026">10.1007/400_2006_026</a>, S. 123–152.

</li>

<li id="cite_note-3"><a href="#cite_ref-3">↑</a> Georg Fuchs (Hrsg.): Allgemeine Mikrobiologie, begründet von Hans-Günter Schlegel. 8. Auflage. Georg Thieme Verlag, Stuttgart, New York 2007, ISBN 978-3-13-444608-1, S. 397.

</li>

Y. Liu, W. B. Whitman: Metabolic, phylogenetic, and ecological diversity of the methanogenic archaea. In: Annals of the New York Academy of Sciences. Band 1125, 2008. <a class="external mw-magiclink-pmid" rel="nofollow" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/18378594?dopt=Abstract">PMID 18378594</a>, <a href="https://doi.org/10.1196/annals.1419.019" class="extiw external" title="doi:10.1196/annals.1419.019">doi:10.1196/annals.1419.019</a>, S. 171–189.

</li>

<li id="cite_note-5"><a href="#cite_ref-5">↑</a> Joan L. Slonczewski, John W. Foster: Mikrobiologie: Eine Wissenschaft mit Zukunft. 2. Auflage. Spektrum Akademischer Verlag, Berlin, Heidelberg 2012, ISBN 978-3-8274-2909-4, S. 854.

</li>

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